超詳細！實驗動物采血及各種體液采集方法匯總

動物采血分享 | 如何完成一次采血

在動物實驗中給予動物受試物后，除了觀察其外觀和表征，還可能需要采集動物的血液等體液進行檢測，以進一步觀察動物的生理、生化指標的變化，因此采血是動物實驗中最常用的操作技術之一。

1、全血、血漿、血清的區別

全血包括血細胞和血漿的所有成分。采集全血時，收集管中必須含有抗凝劑。常用的抗凝劑有：肝素、檸檬酸鈉和乙二胺乙酸酸(EDTA)。根據不同研究需要進行選擇。

血漿是全血經抗凝處理后，通過離心沉淀，獲得的不含細胞成分的液體。含有纖維蛋白原、凝血因子等。血清是全血未經過抗凝處理，血凝塊聚縮釋出的液體。其中沒有纖維蛋白原和凝血因子。分離血漿和血清的一般方法是：2200-2500rpm 離心至少15分鐘。

注意：溶血現象

正常的血清或者血漿樣本為黃色清液，而若為偏紅，即為有紅細胞破裂而產生溶血現象。

避免溶血應注意以下的事項：

1.采血時要避免小鼠毛發、油脂沾染血液導致溶血，所用的容器、注射器必須清潔干燥，不能有水或者有機溶劑。

2.抽血時速度不要太快，速度太快會有氣泡產生。如果使用止血帶時，止血帶不要扎得太久。

3. 抽出的血放入試管時，要先拔掉針頭再放血，同時速度不要太快。

4. 收集分離血清的全血時應盡量使血液直接進入小管底部，避免管壁或管蓋上的血液在離心過程中導致溶血。

2、如何完成一次采血？

采血技能在臨床輔助診斷和監測病情進展等方面是一項非常關鍵的技術。采血不能簡單的看成以靜脈穿刺和血液吸入注射器為開始和結束；血樣必須安全放置并保證完整，全程精心護理。

（1）仔細計劃，選擇合適器材

采血需要準備和計劃，包括采血量、采血部位、采血方法和采血順序，確保采血成功。對于脆弱和細小的靜脈，需要一個小規格的針頭；如果血管大小允許，大規格的針頭能為快速、大容量的采血提供最佳血流。采血體積也決定了注射器尺寸。

如何確定采血體積？

實驗動物采血時應注意不宜一次采血量過多或采血過于頻繁，否則因采血可影響動物健康，造成貧血，甚至死亡。血液采集的可接受量和頻率取決于動物的循環血液量。常用實驗動物循環血量見下表：

（來源：https://doi.org/10.1002/jat.727）

以25g的成年小鼠和250g的成年大鼠為例，通過上表計算可得一只體重為25g的小鼠循環血量約為0.025kg×72mL/kg=1.8mL；一只體重為250g的大鼠循環血量約為64mL/kg×0.25kg=16mL。

由于小鼠體重限制，一次取血后需要一定的恢復期以保證下次血液樣本的質量，下表給出了不同采血量對應的恢復期：

（來源：https://doi.org/10.1002/jat.727）

綜合以上，我們一般采取以下原則進行采血：

（1.1）單次采血量不超過循環血量的10%。以25g小鼠為例，其單次采血最大值為0.025kg×72mL/kg×10%=0.18ml；

（1.2）如果實驗需要多次采血，每周最大采血體積不超過循環血總體積的7.5%；每兩周的最大采血體積不超過循環血總體積的15%。以250g大鼠為例計算其兩周內最大采血量為0.25kg×64mL/kg×15%=2.4ml。

（1.3）僅當動物已安樂死或者在終點期時進行深度麻醉后才可以超過血液采集最大值。

（來源：https://doi.org/10.1002/jat.727）

（2）選擇合適采血部位

由于采血量的不同，因而采血的部位也不同。

（來源：《實驗動物科學》）

此外，上述多數的采血方法是需要麻醉的，麻醉方法也應根據實驗需要進行選擇。由于很多同學都是做小動物實驗的，現在就以大小鼠為例，簡單談談常見采血方法及特點：

由于不同的采血方法對動物身體的損傷程度和操作方法不盡相同，盡量在滿足實驗要求的基礎上選擇簡單易行且對動物傷害較小的采血方法。

（2.1）凡用血量較少的檢驗如紅、白細胞計數，血紅蛋白的測定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破組織取毛細血管的血。

（2.2）當需血量較多時可作靜脈采血。靜脈采血時若需反復多次，應自遠離心臟端開始，以免發生栓塞而影響整條靜脈。

（2.3）如研究毒物對肺功能的影響、血液酸堿平衡、水鹽代謝紊亂，需要比較動、靜脈血氧分壓、二氧化碳分壓和血液pH以及K+、Na+、Cl-離子濃度，必須采取動脈血液。

如果沒有特殊要求，大小鼠的終末采血都推薦安樂死或者深度麻醉后心臟采血，這種方式采血比較多，而且不容易污染。

對于小鼠，如果是非終點采血只有一兩次，眼眶采血比較適合，采血量比較多，操作也很容易，但是需要麻醉（詳細操作點擊：大鼠眼眶采血標準操作規程）；間斷多次采血，推薦頜下靜脈采血或隱靜脈采血，這兩種采血方法在操作前都不需要麻醉。而且對小鼠的傷害小，采血量與眼眶靜脈叢采血法相當，采血后恢復快。

對于大鼠非終點采血，無論單次采血還是多次采血都比較推薦使用注射器進行頸靜脈采血，隨抓隨采。如果不從尾靜脈給藥的話，尾靜脈采血也是非常推薦的方式。

（3）了解具體的采血要求

不同的采樣管需要特定檢測樣本，應事先計劃合適抽血順序，以防止由于試管添加劑污染而產生錯誤結果。采血時要注意：

①采血場所有充足的光線；室溫夏季最好保持在25～28℃，冬季以15～20℃為宜；

②采血用具與采用部位一般需要進行消毒；

③采血用的注射器和試管必須保持清潔干燥；

④若需抗凝全血，在注射器或試管內需預先加入抗凝劑。

（4）結論

采血看似簡單，但我們必須周密計劃，注意細節，準確可靠，使動物經受最小的應激和傷害。

參考來源：

[1] Guidelines for the survival bleeding of mice and rats.

[2] A good practical guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.（https://doi.org/10.1002/jat.727）

[3] 《實驗動物科學》

3、采血方式大合集

以大小鼠為例：

由于不同的采血方法對動物身體的損傷程度和操作方法不盡相同，盡量在滿足實驗要求的基礎上選擇簡單易行且對動物傷害較小的采血方法。

今天我們重點具體介紹常見5種對實驗鼠傷害小的采血方法（尾尖采血，眼眶靜脈叢采血，頜下靜脈采血，隱靜脈采血和頸靜脈采血）和1種終末采血（心臟采血）。

注：如果沒有特殊要求，大小鼠的終末采血都推薦安樂死或者深度麻醉后心臟采血，這種方式采血比較多，而且不容易污染。

（3.1）尾尖采血（也就是剪尾采血）

當所需血量很少時采用本法。

采血方法：將小鼠麻醉后，固定動物并歷出鼠尾，將鼠尾在45-50℃溫水中浸泡數分鐘，也可用二甲苯等化學藥物涂擦，使局新血管擴張。擦干尾部，用酒精棉球消毒鼠尾，用無菌手術刀、刀片或鋒利的剪刀，快速截斷小鼠尾尖約1-2mm，可以從尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，這會降低血樣的質量，增加溶血的風險），用毛細采血管收集血液，或直接滴入收集管中。采血結束后，用干棉球按壓傷口或使用止血劑（如硝酸銀，6%液體火棉膠）來止血。

應用：所需血量少的連續多次采血，如血糖或血常規的動態檢測。

優點：操作較簡單，動物不致死，可多次重復采血。

缺點：取血量太少，約0.1ml，采血速度慢，不適于樣本大和需要較多血量的小鼠實驗；不適用于老齡鼠；按摩鼠尾時可能會增加溶血的風險，易污染。

注意：流出的第一滴血可拭去。

（3.2）眼眶靜脈叢采血

采血方法：小鼠麻醉后，將小鼠側臥位放置于動物臺上，用左手拇指和食指壓迫小鼠頸部兩側同時將皮膚向后拉（注意避免用力過度壓迫氣管），使眼球外突，提示眼眶后靜脈叢充血。右手拿一毛細管（建議采用0.5*100mm規格的毛細管，在使用前折成小段，每段大約3-4cm），置于內側眼角處，并且以與鼻翼平面成30-45度沿內眥插入內眼角，滑入眼球后方，輕輕向眼底方向刺入。不能刺地過深，一般小鼠2-3mm，大鼠4-5mm即可。當感到阻力時即停止推進，轉180°使斜面對著眼眶后界，即有血液流出，若不行，將針退出約0.1-0.5mm，血液即通過毛細作用進入毛細管內。

采血結束后，立即松開手指對小鼠的壓迫，使眼球復位，同時拔出毛細管?？捎酶擅耷驂鹤⊙劭?，確保止血。

應用：適用于需中等量血液、避免小鼠死亡的血液指標連續監測。

優點：眼眶后靜脈叢采血法方法簡單，便于掌握，采血成功率高，小鼠死亡率低，血流較快，采血量中等，小鼠約可采血0.2-0.3ml，大鼠約可采血0.4-0.6ml。

缺點：采血后需要至少需要10天的組織修復過程，否則會對采血量產生一定影響；不能采集到無菌的血樣，血液中可能混有眼窩內的組織液和腺體分泌物，對于血樣要求較高的研究，應謹慎使用；易損傷眼球，易感染，造成失明。

注意：多次建議左右兩眼輪換取血；使用無菌的毛細管，避免感染。建議采用0.5*100mm規格的毛細管，在使用前折成小段，每段大約3-4cm。

（3.3）頜下靜脈采血

目前國際上一種最新的、最簡單快捷的、最人道的采血方法！

采血方法：固定小鼠，可將小鼠側臥，使小鼠頭部盡量固定，對采血部位進行消毒，采血部位為小鼠頭部下頜骨后方咬肌邊緣頜下靜脈叢血管處（大致在小鼠嘴角沿線與外眼角線相交處，會發現一個無毛的小點，有點像酒窩，基本位于嘴角遠端稍低于下巴線）。將針垂直扎入采血部位，深度不超過針頭的斜面（25g以內小鼠，可選用4號、5號注射針頭，進針深度以1-2mm 為宜；25g以上成年小鼠可選用6號注射針頭,進針深度以3-4mm 為宜）。拔出針頭后血液流出，可使用毛細管收集或者直接將血液滴入采血管中，采血結束，立即用滅菌干棉球壓迫止血。為方便采血，可使小鼠頭部低于心臟高度。

應用：適用于需中等量血液、避免小鼠死亡的血液指標連續監測。

優點：對小鼠損傷小，采血所需時間很短；可反復采血，每次采血量約0.2-0.5ml；操作方便，無需麻醉；采血后動物恢復快；符合3R原則。

缺點：血液由下頜部被毛處流出,有可能粘連上毛發污染血液。

注意：需要熟練掌握找下頜靜脈的位置；確保其頭部和前肢不能擺動，防止血液灑落；注射針頭的大小、進針的力度和深度要依照小鼠體重而定。

（3.4）隱靜脈采血

小量、反復采血的常用方法。

采血方法：隱靜脈采血無需麻醉，將小鼠放入合適的固定器中，但保持后肢可自由活動，后肢外側區域剃毛后暴露采血點，為了使隱靜脈更充盈，可在后腿膝蓋以上使用止血帶，在近尾側的皮膚表面可以找到隱靜脈。

酒精棉球擦拭采血部位消毒后，將滅菌注射針頭垂直于皮膚迅速刺入后肢隱靜脈（不要進針過深，以免刺穿肌肉或碰到骨頭），松開止血帶，血液流出，用毛細管收集血液于離心管中。采血結束后，用干棉球按壓傷口或使用止血劑（如硝酸銀，6%液體火棉膠）來止血，并將小鼠放回籠內。

應用：所需血量少的連續多次采血；藥代動力學研究，以及生化指標和血液計數的檢測。

優點：因其靜脈位置表淺，穿刺準確性較高；無需麻醉，消除了麻醉劑對實驗結果的影響。   

缺點：取血量少，每次約0.02-0.1ml。

注意：尋找隱靜脈時勿損傷血管。

（3.5）頸靜脈采血（適用于大鼠）

采血方法：左手固定大鼠，使大鼠呈現腹部朝上的一個“十”字形，讓大鼠頸部依靠在保定器上，頸部與前肢呈大于90°角，用頭部固定器扭動頸部，使鎖骨出現一個三角窩，去除鎖骨附近被毛，酒精棉球擦拭消毒。右手持注射器，沿鎖骨處進針（去除毛發后可清晰可見靜脈處），刺穿皮膚后輕回拉注射器，使注射器產生負壓。大約30度向上進針，當注射器內有血液出現時說明已經刺入采血位置，保持注射器，回拉注射器完成采血。采血完成后用干棉球稍按壓止血即可。

應用：適用于人手少、動物數量多、實驗時間緊以及藥代動力學等需連續少量取血的研究中。

優點：相對于眼眶后靜脈叢采血法對動物造成的疼痛感更小，更加符合動物福利，所以現在大有取代眼眶后靜脈叢采血的趨勢。本法適用于大鼠。

缺點：要求技術熟練，在一定時間內，如果采血量和采血次數增加，會使動物引起一定的應激性反應或采血部位的傷害。

（3.6）心臟采血（非必需勿用）

采血方法：小鼠麻醉后，將鼠仰臥固定于動物臺上，剪去胸前區被毛，皮膚消毒，右手用4-5號針頭的注射器在左側第3-4肋間心搏動最強處（一般位于兩上肢連線下0.5cm中線稍偏左）進針刺入心內，緩慢回抽針筒，血液自動進入注射器中，再轉移至采血管中。也可麻醉后剪開小鼠皮膚、肋骨，打開胸腔，暴露心臟，將注射器直接刺入心臟，抽取血液。

應用：適用于需血量大的實驗終末期的動物采血；血常規、免疫、各種生化指標。

優點：無菌采血，抽血快，血液不易凝集，采血量大，小鼠采血量0.5-0.8ml，大鼠采血量1-1.5ml。

缺點：操作難度較大，但進針角度和深度不好把握，新手失敗率高；心臟小，心率快，采血比較困難,可引起心包出血以及心包填塞致小鼠死亡；開胸直視采血容易剪破心臟大血管；需要麻醉。

注意：此法要求實驗者掌握以下要點：要迅速而直接插入心臟，否則，心臟將從針尖處滑脫；如第一次沒刺準，將針頭抽出重刺，不要在心臟周圍亂探，以免損傷心、肺；要緩慢而穩定的抽吸，否則，太多的真空反而使心臟塌陷。

（3.7）結論

伙伴們平時記得多加練習哦，早日實現一次采血成功。

4、實驗動物各種體液采集方法

體腔液的收集

首先對采樣部位進行剃毛與消毒。采集體液可以用普通針頭（18-22G）直接穿刺，如果有條件建議使用蝴蝶針頭/頭皮針（butterfly needle），甚至在穿刺針頭與注射器之間連一個三通管，但應注意正確運用三通管。這樣胸腹腔采集時，不容易因為動物掙扎而脫落或刺傷內臟。

（4.1）胸水的采集

主要采用胸腔穿刺法收集實驗動物的胸水。穿刺部位一般是胸腔后1/3，第6-8肋間肋軟骨交界處。穿刺肋間肌時有一定阻力，當阻力消失有針落空感時，表明已刺入胸腔，即可緩緩抽取胸水。

Tips：

（1）動物應俯臥或站立保定，尤其是已有呼吸困難的動物，盡量不要側臥保定或使用鎮定、局麻，這會增加呼吸難度。

（2）操作中嚴防空氣進入胸腔，始終保持胸腔負壓。

（3）穿刺應用手控制針頭的深度，以防穿刺過深刺傷肺臟。

（4）穿刺時應避免損傷肋間血管和神經。由于血管和神經貼著肋骨的后緣，為了不傷及它們，針頭應該貼著肋骨的前緣進入。

如果實驗不要求動物繼續存活，也可處死實驗動物剖開胸腔采集胸水。

（4.2）腹水的采集

主要利用腹腔穿刺法進行采集。穿刺點在腹下劍狀軟骨后方，腹中線兩側，小動物在腹中線肚臍后方1-2cm處，可以稍稍靠右側以避開腹中線鐮狀脂肪與脾臟。

實驗動物被固定于站立位，用注射器或穿刺套管針與腹壁垂直刺入，針尖有落空感后，腹水多時可見因腹壓高而自動流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。

Tips：

（1）采樣前可讓動物自行排尿或按摩排尿，排空膀胱以免誤穿。

（2）如若腹水量較大，應緩慢地間歇地抽出，以免腹內壓突然下降而導致動物出現循環功能障礙等問題。

（3）注意不可刺的太深，以免刺傷內臟。

消化液的采集

主要消化液有唾液、胃液、膽汁、胰液等。

（4.3）唾液的采集

在急性實驗中，一般采用通過食物的顏色、氣味等刺激動物的視覺、嗅覺而致動物唾液分泌增加，再引入導管收集唾液——用吸管直接插入動物口腔或唾液腺導管抽吸唾液。此法非常簡單，但從口腔抽吸唾液會有雜質混入。

在慢性實驗中，則采用制造腮腺瘺法采集唾液，這種方法可以收集到較純凈的唾液。（4.4）胃液的采集

急性實驗時，同樣通過刺激，使實驗動物胃液分泌增加，采用插胃管的辦法直接收集胃液。

先將動物麻醉，如果是犬等大型動物，可以將插胃管經口插入胃內，在灌胃管的出口連一注射器，以收集到胃液；如是大鼠，需手術剖腹，從幽門端向胃內插入一塑料管，再由口腔經食管將一塑料管插入前胃，用pH7.0、35℃左右的生理鹽水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液。

在慢性實驗中，收集胃液多用胃瘺法。應用該法，可以待動物恢復健康后，在動物清醒狀態下反復采集胃液。

（4.5）胰液和膽汁的采集

需要進行手術。在動物實驗中，主要是通過對胰總管和膽總管的插管而獲得胰液或膽汁。有時也可通過制備胰瘺和膽囊瘺來獲得胰液和膽汁。

尿液的采集

實驗動物的尿液常用的采集方法較多，常用代謝籠采集，也可通過其他裝置來采集。一般在實驗前需給動物灌服一定量的水。

（4.6）代謝籠法

代謝籠是一種特別設計的為采集實驗動物各種排泄物的密封式飼養籠，用于收集實驗動物自然排出的尿液。此法較常用，適用于大鼠、小鼠。

將動物放在特制的代謝籠內，動物排便時，可以通過籠子底部的大小便分離漏斗將尿液與糞便分開，達到收集尿液的目的。

Tips：由于大鼠、小鼠尿量較少，操作中損失和蒸發，各個鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成較大的誤差，因此一般需收集5h以上的尿液，最后取平均值。

（4.7）導尿法

常用于犬、猴等大動物，動物輕度麻醉，仰臥固定于實驗臺上，由尿道插入導尿管，用甘油潤滑導尿管。用導尿法導尿可采集到沒有污染的尿液。如果嚴格執行無菌操作，可收集到無菌尿液。

（4.8）輸尿管插管法

一般用于要求精確計量單位時間內實驗動物排尿量的實驗。

剖腹后，將膀胱牽拉至腹腔外，暴露膀胱底兩側的輸尿管。在兩側輸尿管近膀胱處用線分別結扎，于輸尿管結扎處上方剪一小口，向腎臟方向分別插入充滿生理鹽水的插管，用線結扎固定插管，即可見尿液從插管滴出（前幾滴是生理鹽水），塑料管的另一端與帶刻度的容器相連或接在記滴器上，以便記錄尿量。

Tips：

（1）采尿過程中要用38℃熱生理鹽水紗布遮蓋切口及膀胱。

（2）在實驗過程中應經?；顒右幌螺斈蚬懿迦牍?，以防阻塞。

（4.9）壓迫膀胱法

實驗人員用手在實驗動物下腹部加壓，當加的壓力足以使動物膀胱括約肌松弛時，尿液會自動流出，即行收集。此法適用于兔、貓、犬等較大動物，可實現間隔一定的時間，收集1次尿液。

（4.10）膀胱穿刺法

實驗動物麻醉固定后，剪去下腹部恥骨聯合之上，腹正中線兩側的被毛，消毒后用注射針頭接注射器穿刺。取鈍角進針，針頭穿過皮膚后稍微改變角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，邊緩慢進針邊回抽，直到抽到尿液為止。

（4.11）反射排尿法

適用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起時排尿反射比較明顯，可以利用這一反射收集尿液。

Tips：當鼠類被提起尾巴排尿后，尿滴掛在尿道外口附近的被毛上，不會馬上流走，操作人員應迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。

骨髓的采集

采集骨髓一般選擇胸骨、肋骨、髁骨、脛骨和股骨等造血功能活躍的骨組織。

猴、犬、羊等大動物骨髓的采集用活體穿刺取骨髓的方法。先確定穿刺點，左手拇、食指繃緊穿刺點周圍皮膚，右手持穿刺針在穿刺點垂直進針，小弧度左右旋轉鉆入，當有落空感時表示針尖已進入骨髓腔。用左手固定穿刺針，右手抽出針芯，連接注射器緩慢抽吸骨髓組織。

大、小鼠等小動物骨頭小難穿刺，只能剖殺后采胸骨、股骨的骨髓。用頸椎脫臼法處死動物，剝離出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的生理鹽水，沖洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作檢查，可將胸骨或股骨剪斷，將其斷面的骨髓擠在有稀釋液的玻片上，混勻后涂片涼干即可染色檢查。

腦脊液的采集

（4.12）犬、兔腦脊液的采集通常采取脊髓穿刺法

穿刺部位在兩髂連線中點稍下方第七腰椎間隙。

用左手姆、食指固定穿刺部位的皮膚，右手持腰穿刺針垂直刺入，當有落空感及動物的后肢跳動時，表明針已達椎管內(蛛網膜下腔)，回抽，即可見腦脊液流出。

Tips：如果無腦脊液流出，可能是沒有刺破蛛網膜，輕輕調節進針方向及角度；如果腦脊液流的太快，插入針芯稍加阻塞，以免導致顱內壓突然下降而形成腦疝。

（4.13）大鼠腦脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法

在大鼠麻醉后，頭部固定于定向儀上。頭頸部剪毛、消毒，用手術刀沿縱軸切一縱行切口(約2cm）用剪刀鈍性分離頸部背側肌肉。為避免出血，最深層附著在骨上的肌肉用手術刀背刮開，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔進針直接抽取腦脊液。

Tips：采完腦脊液后，應注入等量的消毒生理鹽水，以保持原來腦脊髓腔的壓力。

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本文轉自：中洪博元生物

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